44
Revista Agropecuaria y Forestal APF 2(1): 43-48. 2013
tro grupos, denominados familias, dependiendo
del origen geográfico de los animales para evitar
la consanguinidad entre ellos.
Aunque en algunos años se descuidaron los tra-
bajos de conservación del ganado criollo, por lo
que se redujo su población, actualmente, en el
hato el Criollo lechero existen unos pocos ani-
males denominados puros y otros considerados
mestizos. Se consideró importante el aprovecha-
miento de la biología molecular para continuar
con la adecuada conservación del ganado Crio-
llo Lechero Dominicano.
Actualmente, el Criollo Lechero Dominicano tie-
ne peso promedio de 430 kg y altura a la cruz de
130
cm y, usualmente, se distingue una colora-
ción oscura en las pezuñas y partes de la cara
(
Toribio
et al
. 2011)
Para esta investigación se utilizaron marcado-
res moleculares microsatélites, recomendados
por consultores de la Sociedad Internacional de
Genética Animal (ISAG) para la caracterización
genética de razas de animales como un prerre-
quisito para la toma de decisión en los progra-
mas de conservación. Los microsatélites son los
más utilizados para caracterizar ganado bovino
y son útiles para mapeo genético, determinación
de paternidad, investigación médica y estudios
de variación genética (Lirón
et al
. 2006).
La infor-
mación generada permitirá proponer un modelo
de conservación para mantener la diversidad ge-
nética del ganado Lechero Criollo Dominicano.
Materiales y métodos
Muestras de pelos fueron tomadas de animales
de ganado bovino Criollo Lechero Dominicano,
en el Centro de Investigación y Mejoramiento
para la Producción Animal (CIMPA), localizado
en Estancia del Yaque, Santiago, República Do-
minicana, a un grupo de 21 vacas, 7 novillas y
6
toros para un total de 34 animales puros. Las
muestras se enviaron de acuerdo a los linea-
mientos de la Dirección General de Ganadería
y las autoridades competentes chilenas al labo-
ratorio de marcadores moléculares doctor Hiros-
hi Takamine de la Universidad Austral de Chile,
donde fueron procesadas.
A partir de cada muestra, en el laboratorio se se-
leccionaron 3 pelos que presentasen un folículo
piloso visible. Dichos pelos se lavaron breve-
mente con agua destilada y se cortaron a 1 cm
del bulbo. Estas muestras se dispusieron en un
tubo Eppendorf de 1,5 ml, al cual se le agregó
200
µL de solución al 5% de Chelex 100 y 1,0
µL de proteinasa K (20 mg ml). Las muestras se
incubaron a 56ºC por toda la noche en un baño
termorregulado, y luego por 8 min a 95ºC, para
inactivar la proteasa. Antes de ser utilizada para
su amplificación mediante PCR, se centrifugó la
muestra por 2 min a 14.000 r.p.m., para separar
las impurezas.
En el estudio se utilizaron 11 marcadores mi-
crosatélites recomendados por la Sociedad In-
ternacional de Genética Animal (ISAG). Estos
son los siguientes: TGLA227, BM2113, TGLA53,
ETH10, SPS115, TGLA126, TGLA122, INRA23,
ETH3, ETH225, BM1824. Estos microsatélites
fueron recomendados por los consultores de la
ISAG para la caracterización genética de razas
bovinas. Los mismos fueron analizados siguien-
do un protocolo que consideró una reacción
múltiplex en un termociclador Geneamp mode-
lo 2720 (Applied Biosystems). Cada reacción de
PCR consideró un volumen de 8µ que contenía
entre 20 y 100ng de ADN genómico, 100 µM de
dNTP, 1,5 µM de MgCl2, entre 0,1 y 0,3 mM de
partidor, tampón de PCR 1x y 1U de ampliTa-
qGold ADN polimerasa (Applied Biosystem). Las
condiciones de reacción incluyeron una etapa
inicial de desnaturalización del ADN por 15 min
a 95ºC, seguida de 31 ciclos de amplificación
consistentes en: desnaturalización por 45 seg a
94
ºC, hibridación por 45 seg a 61ºC y elongación
por 1min a 72ºC, para terminar con 2 etapas de
extensión de 60 min a 72ºC y 120 min a 25ºC.
De cada muestra amplificada se obtuvo 1 µl de
ADN, al que se le adicionó 0.25 µl Liz 500 Size
Estándar y 10 µl de Formamida. Estos tubos, se
sometieron a 95° C por 5 minutos, para poste-
riormente ser llevados al equipo de análisis de
ADN ABI Prism 3130 Genetic Analyzer, donde
se realizó la electroforesis capilar automatizada.
Para el análisis de los fragmentos, se utilizó el
software Genemapper 4.0, del cual se obtuvo el
electroferograma. Aplicando el criterio de asig-
